Méthodes de recherche helminthologique. Les méthodes de diagnostic des infections par les helminthes sont divisées en méthodes directes, basées sur la détection directe des helminthes eux-mêmes ou de leurs fragments, ainsi que des larves et des œufs d'helminthes (méthodes d'examen des matières fécales, de l'urine, de la bile et du contenu duodénal, des crachats, du sang et des tissus, du matériel obtenu par grattage de la zone périanale et des espaces sous-unguéaux), et indirect, à l'aide duquel sont révélés les changements secondaires qui se produisent dans le corps humain à la suite de l'activité vitale des helminthes (études de la composition morphologique du sang, méthodes immunologiques pour diagnostiquer les infections par les helminthes, Études aux rayons X etc.). Parmi les méthodes directes, les plus courantes sont les méthodes scatologiques, qui sont divisées en macro- et microhelminthoscopiques. Dans certains cas, des méthodes spéciales sont utilisées.
Méthodes de recherche macrohelmitoscopiques visant à rechercher les helminthes ou leurs fragments (scolex, segments, parties du strobila des cestodes). Ils sont utilisés pour diagnostiquer les helminthiases dans lesquelles les œufs ne sont pas excrétés dans les excréments du patient ou sont excrétés en petites quantités et pas toujours (par exemple, avec l'entérobiose, les oxyures se trouvent dans les selles, avec la téniasis - les segments).
Pour détecter les oxyures ou les segments de cestodes dans les selles, celles-ci sont examinées à l'œil nu. Pour diagnostic différentiel Pour la téniasis, il est recommandé de visualiser les selles diluées avec de l'eau en petites portions séparées dans des cuvettes photographiques noires ou dans des boîtes de Pétri sur un fond sombre. Les grosses formations suspectes de fragments d'helminthes sont examinées à la loupe entre deux lames. Si selon indications cliniques suggérer la détection de petits helminthes ou têtes de cestodes après traitement, puis les particules suspectes sont examinées à la loupe dans une goutte de glycérine, et, si nécessaire, au microscope.
Méthodes de recherche microhelminthoscopiques(qualitatifs) visent à identifier les œufs et les larves d’helminthes. La méthode du frottis épais avec une plaque de couverture en cellophane selon Kato est utilisée. Le mélange Kato se compose de 6 ml Solution aqueuse à 3% de vert malachite, 500 ml glycérine et 500 ml Solution de phénol à 6%. Plaques Kato (la cellophane hydrophile est coupée en morceaux mesurant 20´ 40 mm) immergé pendant 24 h dans le mélange Kato afin qu'ils soient adjacents les uns aux autres (3-5 ml Solution Kato pour 100 plaques). 100 mg les matières fécales sont appliquées sur une lame de verre, recouverte d'une plaque de recouvrement en cellophane selon Kato et pressées de manière à ce que les matières fécales soient étalées sur la lame de verre dans les limites de la plaque de cellophane. Le frottis est laissé à température ambiante pour un éclaircissement de 40-50 min, puis examiné au microscope. En saison chaude, pour éviter que la préparation ne se dessèche, déposez une éponge humide sur la plaque de la préparation préparée.
Pour une détection complète des helminthes de tous types, la méthode du frottis épais Kato avec une plaque de couverture en cellophane doit être utilisée en combinaison avec l'une des méthodes d'enrichissement. Les plus courantes d'entre elles sont la méthode Kalantaryan et la méthode Fulleborn.
Méthode Kalantaryenne : en flacons à large goulot d'un volume de 100 ml bien mélanger avec une tige en verre 5 g selles, en ajoutant progressivement une solution saturée de nitrate de sodium (1 kg nitrate de sodium pour 1 je l'eau à l'ébullition) jusqu'au bord du verre. Les grosses particules qui flottent à la surface sont éliminées avec une cuillère en papier. Une lame de verre est appliquée à la surface de la solution saline ( solution saline ajouter jusqu'à ce que le mélange entre en contact complet avec la lame de verre). Dans 20-30 min la lame est retirée et le film est examiné au microscope. Si ce sel n'est pas disponible, vous pouvez utiliser une solution saturée sel de table selon Fholleborn (400 g sel en 1 je eau bouillante).
En raison du fait que les œufs avec une densité élevée (œufs non fécondés d'ascaris, œufs de trématodes et gros cestodes) ne flottent pas, en plus d'examiner la couche superficielle du liquide, lors de l'utilisation de la méthode Fulleborn, il est nécessaire d'examiner 2 à 4 préparations à partir du sédiment au microscope.
Méthodes de laboratoire spéciales pour tester diverses helminthiases.
Méthodes simples
Méthode macroscopique. Lors de l'examen des selles, vous pouvez trouver des helminthes, leurs têtes, segments et fragments de strobiles, libérés indépendamment ou après vermifugation. Cette méthode est particulièrement recommandée pour identifier l’entérobiase, la téniasis et la ténianchose.
De petites portions de matières fécales sont mélangées à de l'eau dans un bain plat ou dans une boîte de Pétri et, en regardant bon éclairage sur fond sombre, à l'aide d'une loupe si nécessaire, éliminer les helminthes et toutes formations suspectes blanc pince à épiler ou pipette. Le matériel collecté est transféré dans une autre tasse avec de l'eau ou sur une lame de verre dans une goutte de glycérol dilué ou solution isotonique chlorure de sodium pour étude ultérieure.
Avec la méthode de décantation, la totalité des matières fécales testées doit être mélangée avec de l'eau dans un cylindre en verre, puis la couche supérieure d'eau doit être soigneusement égouttée. Ceci est répété plusieurs fois. Lorsque le liquide devient clair, il est égoutté et le sédiment est examiné par petites portions dans un bain de verre ou une boîte de Pétri, comme indiqué ci-dessus.
Les méthodes microscopiques constituent le principal moyen d’examiner les matières fécales pour détecter les œufs ou les larves d’helminthes. Les différentes méthodes de recherche sont décrites ci-dessous. Afin d'augmenter la fiabilité de l'examen, les tests peuvent être répétés plusieurs fois par jour ou avec un intervalle de 1 à 3 jours.
Méthode de frottis native. Le frottis natif est le plus courant et techniquement méthode disponibleétudes fécales. Dans un frottis indigène, vous pouvez détecter des œufs et des larves d'helminthes de tous types. Cependant, si le nombre d’œufs dans les selles est faible, il n’est pas toujours possible de les trouver. Par conséquent, l’examen des selles utilisant uniquement un frottis natif n’est pas complet et doit être complété par des méthodes d’enrichissement. L'efficacité de l'examen d'un frottis natif est nettement améliorée en visualisant quatre lames préparées à partir d'un échantillon de selles sur deux lames sans lamelles, ce qui permet d'examiner au total approximativement la même quantité de selles qu'avec la méthode Kato (voir ci-dessous).
Une petite quantité (de la taille d'une tête d'allumette) de matières fécales mélangées est finement étalée avec un bâton en bois sur la surface d'une lame de verre dans une goutte de solution de glycérine à 50 %. Habituellement, deux frottis sont préparés sur une seule lame. Le frottis est observé au microscope à faible grossissement (vol. 8, environ 7). Dans les cas douteux, elle est recouverte d'un verre de protection et examinée à fort grossissement (grossissement 40).
Pour préparer un grand frottis natif, 200 à 300 mg de matières fécales (la taille d'un gros pois) sont broyés sur un verre mesurant 6x9 cm dans 15 à 20 gouttes d'une solution aqueuse à 50 % de glycérol. Vue au microscope stéréoscopique binoculaire (obv. 4, environ 12,5 ou ob. 2, environ 17) en lumière transmise sans lamelles. En cas de doute, vous pouvez régler l'objectif sur un grossissement plus élevé. Dans de tels frottis, les gros œufs colorés d'helminthes sont clairement visibles, tandis que les œufs transparents du ténia nain sont un peu pires. Cette méthode ne convient pas à la détection de petits œufs. Dans le même temps, un volume important de matériau étudié et un grand champ de vision avec une profondeur de champ élevée assurent une efficacité significative de cette modification par rapport à un frottis natif classique.
Un frottis épais avec de la cellophane (méthode Kato) est plus efficace que l'étude d'un frottis natif, mais nécessite également une combinaison avec des méthodes d'enrichissement. Les œufs de tous les types d'helminthes sont détectés, cependant, afin de détecter les œufs de ténia nain (œufs transparents) ou d'opisthorchidé (petits œufs), le technicien de laboratoire doit être particulièrement attentif à ne pas les manquer (Fig. 21).
La méthode est basée sur la détection d'œufs d'helminthes dans un épais frottis de selles, clarifié à la glycérine et teinté de vert malachite. La cellophane pré-hydrophile est découpée en plaques de 20 x 40 mm et immergée dans le mélange Kato (6 ml d'une solution aqueuse à 3% de vert de malachite, 500 ml de glycérine, 500 ml d'une solution de phénol à 6%). 3 à 5 ml du mélange suffisent pour 100 plaques, prêtes à l'emploi en une journée et peuvent être conservées dans le même mélange dans un récipient bien fermé à température ambiante pendant 6 mois. En l'absence de vert malachite (recommandé pour réduire la fatigue oculaire du laborantin) et de phénol (désinfectant), vous ne pouvez utiliser qu'une solution aqueuse à 50% de glycérol, l'efficacité de l'étude n'est pas réduite.
Riz. 20. Méthode de préparation d'un frottis de selles épaisses avec de la cellophane selon Kato
100 mg de matières fécales sont appliqués sur une lame de verre, recouverte d'une plaque de cellophane traitée comme indiqué ci-dessus et pressée avec un bouchon en caoutchouc afin que les matières fécales ne se propagent pas sous la cellophane. Microscopie à faible ou fort grossissement le microscope est effectué au plus tard après 1 heure (à temps chaud- 30-40 minutes) après avoir préparé le frottis. La raison de l'opacité du médicament peut être une épaisse couche de matières fécales, un mauvais traitement de la plaque dans le mélange Kato ou une période d'exposition insuffisante du médicament sous cellophane. Un nettoyage prolongé à la glycérine et un séchage excessif de la préparation rendent également difficile la détection des œufs.
Méthode de torsion selon S.S. Shulman. La méthode est proposée pour la détection des larves d'helminthes, principalement des strongyloides, dans les selles. Seules les matières fécales fraîchement excrétées sont examinées, dont 2 à 3 g sont transférés dans un bocal en verre et agités avec une tige de verre. dans un mouvement circulaire avec 3 à 5 fois la quantité de solution saline sans toucher les parois du récipient. Les œufs et les larves d'helminthes s'accumulent au centre. Une fois le mélange terminé, la goutte au bout du stick est rapidement transférée sur une lame de verre, recouverte d'une lamelle et examinée au microscope.
Méthodes d'enrichissement. Les méthodes d'enrichissement reposent sur la différence de densité des œufs et de la solution saline utilisée, ce qui permet de les détecter en petites quantités. Si la densité des œufs est supérieure à la densité du liquide, les œufs sont concentrés dans un sédiment qui est examiné au microscope. Cette méthode de sédimentation est utilisée pour les œufs de trématodes. Avec une densité plus élevée de la solution, les œufs flottent à la surface du liquide, puis le film est examiné. Ce sont des méthodes de flottation (flottantes), elles sont les plus efficaces pour détecter les œufs d'ankylostomes, de trichures et de ténias nains.
Méthodes de flottation. La méthode Fulleborn est basée sur le flottement d'œufs d'helminthes dans une solution saturée de chlorure de sodium, qui présente une densité relative élevée (1,2), ce qui permet de détecter des œufs en petites quantités. La méthode est plus efficace que l'étude d'un frottis natif, même si elle est plus compliquée. Les avantages de la méthode sont son faible coût et son accessibilité. Il est recommandé de combiner l’étude du frottis natif et la méthode Fulleborn.
Une solution saturée est préparée en dissolvant 400 g de chlorure de sodium dans 1 litre d'eau en ébullition. La densité relative de la solution est de 1,18 à 1,22. La solution est conservée dans un flacon fermé. Pour effectuer l'analyse, 2 à 3 g de matières fécales sont placés dans un pot d'un volume de 30 à 50 ml et, tout en remuant avec un bâton, une solution saturée de chlorure de sodium est ajoutée presque jusqu'au sommet. Une bande de papier est utilisée pour éliminer rapidement les grosses particules flottantes. Après 45 à 60 minutes. Après décantation avec une boucle métallique, retirer le film superficiel et le transférer sur une lame de verre dans une goutte de solution aqueuse de glycérol à 50 %. Au lieu de retirer le film avec une boucle, vous pouvez ajouter la solution dans le pot vers le haut, couvrir d'une lame de verre, à la surface de laquelle collent les œufs flottants. Plusieurs préparatifs sont en préparation. De plus, 2 à 4 préparations de sédiments sont examinées, en les collectant avec une pipette oculaire sur 2 lames de verre. En plus du film de surface, il est également nécessaire d'examiner les sédiments, car les œufs de trématodes, de taeniides et les œufs d'ascaris non fécondés ne flottent pas dans cette solution. Les œufs de nombreux helminthes ne remontent pas immédiatement à la surface dans une solution saline. Ainsi, si le nombre maximum d'œufs de ténia nain apparaît après 15 à 20 minutes, alors les ascaris - après 1,5 à 2 heures, les trichures - après 2-3 heures.
Ainsi, les avantages de cette méthode incluent son faible coût et sa disponibilité, les inconvénients sont la nécessité de visualiser les préparations sur le film de surface et les sédiments, ainsi que la durée de décantation.
La méthode d'E.V. Kalantaryan est également une méthode d'enrichissement, mais elle est plus efficace et plus simple que la méthode Fulleborn. Une solution saturée de nitrate de sodium de densité relative de 1,38 est utilisée. Par conséquent, les œufs de la plupart des helminthes flottent et se trouvent dans le film superficiel ; l'examen des sédiments n'est pas nécessaire.
Pour préparer une solution saturée de nitrate de sodium, 1 kg de sel de nitrate de sodium (nitrate de sodium) est dissous dans 1 litre d'eau et bouilli jusqu'à dissolution complète et qu'un film se forme à la surface. Sans filtrer, verser dans une bouteille sèche. En l'absence de nitrate de sodium, il peut être remplacé par du nitrate d'ammonium (nitrate d'ammonium), en dissolvant 1,7 kg pour 1 litre d'eau. La densité relative de la solution obtenue est de 1,3, ce qui réduit légèrement l'efficacité par rapport à une solution de nitrate de sodium.
Avantages de la méthode : les œufs de la plupart des helminthes flottent rapidement et se retrouvent dans le film de surface, ce qui évite d'avoir à examiner les sédiments. Les inconvénients de la méthode sont la carence en nitrate de sodium, ainsi que le fait que les œufs de trématodes et les oncosphères de taeniidés ne flottent pas et restent dans les sédiments. Il faut tenir compte du fait que lorsque les matières fécales sont conservées en solution pendant une longue période (plus de 1 à 2 heures), les œufs de certains helminthes commencent à gonfler et à se déposer, disparaissant du film superficiel.
Méthodes de sédimentation
La méthode de P. P. Goryachev est basée sur le principe de la sédimentation des œufs. Dans ce cas, le frottis s'avère léger, sans impuretés grossières, ce qui facilite la détection des petits œufs de trématodes (opistorchidés, etc.). La densité des œufs d'opisthorch est élevée, ils ne flottent donc pas dans les solutions salines.
70 à 100 ml de solution saturée de chlorure de sodium sont versés dans un cylindre d'un diamètre de 2 à 3 cm. Séparément, mélangez soigneusement 0,5 g de matières fécales dans 20 à 25 ml d'eau et filtrez soigneusement à travers un entonnoir avec deux couches de gaze dans un cylindre pour solution saline, en évitant de remuer (de manière à former deux couches clairement délimitées). Après 2-3 heures, la couche supérieure contenant les matières fécales est aspirée avec une pipette et la solution saline restante est laissée au repos pendant 12 à 20 heures ou centrifugée. Le sédiment est pipeté sur une lame de verre, recouvert d'une lamelle et examiné au microscope.
La méthode de Goryachev a été proposée pour détecter les œufs d'opisthorchidés et s'est avérée plus efficace que l'étude d'un frottis natif et la méthode Fulleborn. Actuellement, pour le diagnostic de l'opisthorchiase (clonorchiase), les méthodes de Kato et Kalantaryan sont recommandées comme étant assez efficaces et techniquement plus simples.
La méthode de Krasilnikov. Sous l'influence des tensioactifs contenus dans les détergents, les œufs d'helminthes sont libérés des matières fécales et concentrés dans les sédiments.
Préparez au préalable une solution à 1% de lessive Lotus. Pour ce faire, 10 g de poudre sont dissous dans 1 litre eau du robinet. Si Lotus n'est pas disponible, vous pouvez utiliser d'autres lessives en poudre, mais vous devez en prendre autant qu'elles se dissolvent sans former de sédiments dans 1 litre d'eau du robinet. 20 à 30 ml de solution détergente sont versés dans un récipient en verre d'une capacité de 30 à 50 ml, une petite partie des matières fécales y est placée et bien mélangée. Le rapport matières fécales/solution doit être d’environ 1:20. Les matières fécales doivent rester dans la solution pendant au moins 24 heures. Pendant ce temps, un sédiment de 2-3 couches se forme au fond. La couche inférieure est constituée de particules grossières et lourdes, les œufs d'helminthes sont collectés dans la couche intermédiaire et la couche supérieure est constituée de flocons gris blanchâtre. Ensuite, à l'aide d'une pipette, prélevez 2 à 3 gouttes de liquide de la couche intermédiaire et transférez-la sur une lame de verre. 2 préparations sont préparées sur une lame, recouvertes d'une lamelle et examinées au microscope.
La méthode de Krasilnikov permet de détecter les œufs de tous types d'helminthes excrétés dans les selles.
Éther-formels nouvelle méthode La sédimentation et la méthode de sédimentation chimique, bien que très efficaces, demandent beaucoup de travail, en particulier lors des examens de masse ; il est donc plus conseillé d'utiliser la méthode éther-acétique. Il permet, après traitement complémentaire des sédiments avec des réactifs chimiques, d'obtenir quasiment uniquement des œufs d'helminthes, ce qui facilite l'identification des petits œufs de trématodes. Cette méthode s'est avérée universelle, détectant les œufs de tous les helminthes intestinaux, les kystes de protozoaires intestinaux, et peut également être utilisée pour quantifier l'intensité de l'invasion.
7 ml d'une solution à 10% sont versés dans des tubes gradués à centrifuger acide acétique et ajoutez 1 g de matières fécales jusqu'au repère 8 ml. Les matières fécales sont soigneusement mélangées avec un bâton jusqu'à formation d'un mélange homogène, puis filtrées à travers deux couches de gaze dans un autre tube à centrifuger (de sorte que le nouveau tube à essai de la solution filtrée contienne à nouveau 8 ml ; si moins, vous pouvez en plus rincer l'entonnoir avec un pansement avec une solution à 10 % d'acide acétique, à travers qui a filtré la solution fécale). Ajoutez dans ce tube à essai 2 ml d'éther (jusqu'au repère 10 ml), bouchez-le et agitez vigoureusement pendant 30 secondes. Le mélange est centrifugé à 3000 tr/min pendant 1 minute (ou 2 minutes à 1500 tr/min). La couche de coagulant (sous forme d'un bouchon dans la partie supérieure du tube à essai) est séparée des parois du tube à essai avec un bâton et soigneusement égouttée avec le liquide surnageant. Le précipité (généralement petit, incolore) est pipeté sur des lames de verre, recouvert d'une lamelle et examiné au microscope.
Les selles sont examinées selon deux méthodes :
1. Macroscopique – détecter les helminthes, leurs têtes, segments, fragments de strobiles. De petites portions de matières fécales sont mélangées à de l'eau dans un plateau plat ou une boîte de Pétri et examinées sous un bon éclairage sur un fond sombre, à l'aide d'une loupe si nécessaire. Toutes les formations suspectes sont transférées à l'aide d'une pince à épiler dans une autre tasse remplie d'eau ou sur une lame de verre dans une goutte de glycérol dilué.
Avec la méthode défendre La partie des matières fécales testée est mélangée à de l'eau dans un cylindre en verre et, après décantation, la couche supérieure d'eau est drainée. Ceci est répété plusieurs fois. Lorsque le liquide devient clair, il est égoutté et le sédiment est examiné dans une boîte de Pétri.
2. Microscopique – pour détecter les œufs et les larves d’helminthes. Il existe de nombreuses méthodes de recherche.
Frottis natif – la méthode de recherche la plus courante et techniquement accessible. Les œufs et les larves de tous les helminthes peuvent être détectés. Cependant, avec un petit nombre d’œufs, il n’est pas toujours possible de les retrouver. C’est pourquoi la méthode d’enrichissement est utilisée.
1. Méthode de Fülleborg – il s’agit d’une méthode d’enrichissement basée sur le flottement d’œufs d’helminthiases dans une solution saturée de NaCl (1,2 – densité ; 400 g de NaCl pour 1 litre d’eau ; solution de NaCl à 40 %). La méthode est plus efficace que le frottis natif. DANS bocaux en verre Placez 2 à 5 g de matières fécales et remplissez-le de solution de NaCl, remuez et après 45 minutes, retirez le film obtenu avec une boucle métallique, placez une goutte de glycérine sur une lame de verre. Examinez au microscope. L'inconvénient de la méthode est l'émergence lente des œufs de divers helminthes, ténia nain - après 15 à 20 minutes, ascaris - 1,5 heure, trichocéphale - 2-3 heures.
2. Méthode Kalantaryenne – également une méthode d'enrichissement, mais une solution saturée de NaNO 3 (densité 1,38) est utilisée. La plupart des œufs flottent ; l’analyse des sédiments n’est pas nécessaire. L'inconvénient est que garder les œufs en solution pendant une longue période conduit au fait que certains œufs commencent à gonfler et à se déposer au fond, disparaissant du film de surface.
3. Méthode Goryachev – basé sur le principe de la ponte, détection des petits œufs de trématodes. Une solution saturée de NaCl est utilisée comme solution et 3 à 4 ml de solution fécale sont soigneusement superposés. Après 15 à 20 heures, les œufs de trématodes se déposent au fond. Le liquide est égoutté et le sédiment est placé sur une lame de verre et sous microscope.
4. Méthode de torsion Shulman – pour détecter les larves d'helminthes dans les selles. Seules les selles fraîchement excrétées sont examinées. 2-3 g sont placés dans un bocal en verre et une quantité d'eau multipliée par 5 est ajoutée, rapidement agitée avec un bâton sans toucher les parois du pot - 20-30 minutes, puis le bâton est rapidement retiré et une goutte de le liquide à la fin est transféré sur une lame de verre et examiné au microscope.
5. Méthode Berman – repose sur la capacité des larves d’helminthes à migrer vers la chaleur et sert à les identifier dans les selles.
6. Méthode Harada et Mori (méthode d’élevage des larves) et est recommandé pour tester les infections par l’ankylostomiase. La méthode est basée sur le fait que sous l’effet de la chaleur et sur du papier filtré humide, les œufs d’ankylostomes se transforment en larves filariformes, facilement détectables. 15 g de matières fécales sont appliqués au milieu d'une bande de papier filtré; le papier contenant les matières fécales est placé dans un bocal de manière à ce que l'extrémité inférieure soit immergée dans l'eau et que l'extrémité supérieure soit sécurisée par un bouchon. Le pot est conservé dans un thermostat à 28 0 C pendant 5 à 6 jours. Les larves filariformes se développent pendant cette période et descendent dans l'eau. Le liquide est examiné à la loupe. S'il est difficile à détecter, le liquide est centrifugé après avoir préalablement tué les larves par chauffage à 60 0. Le laborantin doit porter des gants.
7. Méthodes d'entérobiose – identification des œufs d'oxyures et du ténia bovin.
a) grattage des plis périanaux – coton-tige, étroitement enroulé sur un bâton en bois et humidifié avec une solution de glycérine à 50%. En laboratoire, l'écouvillon est lavé avec 1 à 2 gouttes d'une solution aqueuse à 50 % de glycérine.
b) méthode des acariens collants (méthode Graham)
Le ruban adhésif est appliqué sur les plis périanaux, puis la couche adhésive est appliquée sur une lame de verre et examinée au microscope.
c) grattage à l'aide de tiges à œil (méthode Rabinovich). Pour le grattage périanal, on utilise des tiges oculaires en verre dont la partie large est recouverte d'une colle spéciale, qui permet de retenir les œufs d'oxyures.
Examen du sang, de la bile, des crachats et des muscles
La microscopie sanguine révèle des larves de filaires.
Examen des crachats - œufs de paraganim, larves d'ascaris, nécateur, strongyloïde, éléments de la vessie d'échinocoque.
Examen musculaire - si une trichinose est suspectée, les muscles du patient ou du cadavre sont examinés, ainsi que la viande qui est vraisemblablement à l'origine de l'infection de la personne. Pour la trichinoscopie, le muscle est coupé en petits morceaux et placé dans un compresseurium, ce sont deux verres larges et épais qui écrasent les muscles et les larves de Trichinella se retrouvent sous forme de capsules - une méthode de compression.
Méthode de digestion - les muscles sont remplis de suc gastrique artificiel (solution d'acide chlorhydrique et pepsine). Les muscles sont digérés et les larves sont facilement identifiables. Détermination de l'intensité de l'invasion : nombre de larves jusqu'à 200 pour 1 g de tissu musculaire – intensité d'invasion modérée ; jusqu'à 500 – intense ; plus de 500 – invasion super-intensive.
Méthodes sérologiques
DIAGNOSTIC DE LABORATOIRE DES HELMINTOSES
Structure des segments téniasétudiés en les plaçant entre deux lames de verre. Les segments du ténia bovin sont plus grands que ceux du ténia du porc et du ténia large ; ils ont plus de branches utérines latérales que celles du ténia du porc - environ 30 (contre 7-10) (Fig. 14, 15).
Les segments du ténia large sont courts, larges et présentent une saillie en forme de rosette au centre - l'utérus (Fig. 16).
Seuls les segments du ténia bovin sont mobiles.
La tête de chaque cestode diffère par certaines caractéristiques. La tête du ténia du porc est équipée de quatre ventouses et d'une trompe à deux rangées de crochets (ténia armé). Il n'y a pas de crochets sur la tête du ténia bovin (ténia non armé). La tête du ténia large présente deux Bothria sur les côtés - des fentes à l'aide desquelles le ténia large est attaché à la muqueuse intestinale (Fig. 17, 18, 19).
Pour identifier les helminthes, les selles, le mucus périanal et rectal, le contenu duodénal, les crachats, le sang et les particules tissulaires sont examinés. Important dans les études microhelminthologiques, l'ovoscopie est utilisée, ce qui permet de poser un diagnostic basé sur la forme des œufs lors de la microscopie de préparations à base de matières fécales et de bile. Certains helminthes sont localisés en dehors des intestins (cysticerques, trichinelles, échinocoques). Dans ces cas, des méthodes de recherche immunologiques, des biopsies, etc. sont utilisées pour le diagnostic.
Lors de l'examen microscopique, il est nécessaire de prélever des selles fraîches ou de les conserver dans une solution de formaldéhyde à 5 % pour éviter le dessèchement des selles, ce qui modifie la forme des ovules et rend difficile un diagnostic correct.
Ils sont examinés par microscopie d'un frottis natif, après enrichissement - par la méthode de Fulleborn, Telemann, etc.
Pour préparer le médicament natif, une petite partie des matières fécales est prélevée sur différentes parties de la portion délivrée et soigneusement broyée sur une lame de verre dans une goutte de solution physiologique de chlorure de sodium ou de solution de glycérol à 50 %. La préparation est recouverte d'une lamelle et observée au microscope (au moins 2 préparations).
Méthode Shulman(médicament natif) a certains avantages. En utilisant cette méthode, vous pouvez déterminer les œufs et les larves de certains helminthes. Pour ce faire, 3 g de selles sont immergés dans un récipient en verre contenant de l'eau ou une solution physiologique de chlorure de sodium (150 ml). Le contenu du récipient est agité avec une tige de verre, ce qui entraîne la formation d'une dépression en forme d'entonnoir au centre, près de la tige. Le bâton est rapidement retiré et la goutte de liquide qui y reste est appliquée sur une lame de verre, recouverte d'une lamelle et examinée au microscope, identifiant les œufs et les larves d'helminthes.
Méthode de grattage utilisé pour le diagnostic de l'entérobiase, de la téniasis et de la taeniarynchose. Utilisez une allumette aiguisée en forme de spatule dont l'extrémité pointue est humidifiée dans une solution de soude à 1%. Le contenu de la spatule est transféré sur une lame de verre dans une goutte de solution de bicarbonate de sodium à 1 %. La goutte est recouverte d'un verre de protection et examinée au microscope.
Méthode Fullborn vous permet de concentrer les œufs d'helminthes pour la recherche et, par conséquent, la probabilité de les détecter de cette manière augmente. Préparez une solution de chlorure de sodium - 350 g pour 1 litre d'eau, portez à ébullition et filtrez sur une couche de coton ou de gaze. 5 à 10 g de matières fécales sont ajoutés dans une tasse en porcelaine de 100 ml et progressivement dilués avec une solution saturée de chlorure de sodium. Toute fibre qui flotte à la surface est immédiatement éliminée avec du papier filtre. Le verre avec son contenu est laissé sous une sorbonne pendant 30 minutes à 1 heure, un film se forme à la surface dans lequel se trouvent des œufs d'helminthes qui ont flotté dans la solution hypertonique. Le film est retiré avec un fil ou une boucle en platine, appliqué sur une lame de verre, recouvert d'une lamelle et examiné. La méthode Fulleborn permet d'identifier les œufs de tous les helminthes ronds, à l'exception des œufs non fécondés des vers ronds et du ténia nain. Les œufs de douves et de gros ténias flottent mal, il est donc conseillé de visualiser 2 à 4 préparations depuis le fond du récipient.
Pour accumuler des œufs selon la méthode Telemann l'éther et l'acide chlorhydrique sont nécessaires. 1 à 1,5 ml d'éther et 5 à 6 ml d'acide chlorhydrique dilué sont versés dans un tube à essai pour la solution. ajoutez une petite partie des excréments (1-2 g), agitez, filtrez à travers une passoire épaisse dans une tasse en porcelaine, versez dans un tube à centrifuger et centrifugez pendant 1 minute. Trois couches se forment dans le tube à essai : la partie supérieure contient les graisses extraites, la partie médiane contient de l'acide chlorhydrique dans lequel elles se sont dissoutes. substances protéiques, et le fond - particules non dissoutes et œufs d'helminthes. Les deux couches supérieures sont égouttées et 1 à 2 préparations sont préparées à partir du sédiment, qui sont examinées au microscope. L'inconvénient de la méthode est effet nocif acide chlorhydrique pour Système optique microscope et son effet déformant sur les œufs d'helminthes.
Selon la méthode Kalantar 5 g de matières fécales sont agités dans 10 fois le volume d'une solution saturée de nitrate de sodium. L'émulsion obtenue est filtrée sur une fine gaze. Après 10 minutes, 5 à 6 préparations sont préparées à partir du film de la surface du liquide et examinées au microscope.
Pour l'opisthorchiase, la méthode est utilisée pour déterminer l'intensité de l'invasion et l'efficacité du traitement. quantificationœufs dans les selles selon Stoll. A cet effet, 56 ml de solution d'hydroxyde de sodium décinormale sont versés dans un flacon en verre spécial. Ajouter 4 g de matières fécales (jusqu'à un niveau de liquide de 60 ml dans le flacon) et agiter avec des billes de verre. Pour l'étude, pipeter 0,075 ml (0,005 g) du mélange, le transférer sur une lame de verre, couvrir d'un lamelle (22 x 23 mm) et compter le nombre d'œufs (contenus dans 0,075 cm3 du mélange) sous une microscope. Le nombre obtenu est multiplié par 200, ce qui donne le nombre d'œufs pour 1 g de matières fécales. Vous trouverez ci-dessous une brève description des œufs d'helminthes.
L’œuf fécondé d’ascaris est de forme ovale avec une épaisse coquille multicouche. L'enveloppe protéique externe est grossièrement grumeleuse et jaune foncé. À l’intérieur de l’œuf se trouve un blastomère sphérique. Les dimensions des œufs sont de 50-70x40-50 microns. Oeuf d'ascaris non fécondé de forme allongée, la coquille albumen est fine, finement grumeleuse, de couleur jaune. À l’intérieur de l’œuf se trouvent de grandes cellules jaunes polygonales. Dimensions 50-100x40-50 microns. Parfois, les œufs peuvent être dépourvus de coquille protéique - transparents, incolores et recouverts d'une coquille encore plus épaisse (Fig. 20, 1, 2, 3).
Œufs de trichocéphale de forme ovale avec une épaisse coquille multicouche de couleur jaune doré ou brune. Aux pôles se trouvent des formations ressemblant à du liège. À l’intérieur de l’œuf se trouve un contenu à grains fins. Dimensions 50-54x22-23 microns (Fig. 20, 4).
Œufs d'oxyures forme ovale irrégulière avec une coque multicouche fine, lisse et incolore. Un côté est aplati, l’autre est convexe. À l’intérieur de l’œuf se trouve un embryon divers degrés développement jusqu'à la larve. Dimensions 50-60x20-30 microns (Fig. 20, 5).
Œufs d'ankylostome forme ovale régulière avec une fine coque transparente et incolore. À l’intérieur des œufs fraîchement divisés se trouvent 4 blastomères. Dimensions 54-70x36-40 microns (Fig. 20.6).
Œufs de ténia de bovin et de porc structure identique, forme sphérique ; gaine avec 1-2 fils. À l’intérieur de l’œuf se trouve une oncosphère (embryon) avec une épaisse coquille striée radialement marron foncé, avec six crochets embryonnaires à l'intérieur. Les dimensions de l'oncosphère sont de 31x40 microns. Dans les selles humaines, il n'y a pas d'œufs, mais des oncosphères (Fig. 20, 7).
Oeufs de ténia nain de forme ovale, ont une fine coquille incolore avec une oncosphère semblable à un citron à l'intérieur, à partir des pôles de laquelle s'étendent de longs appendices filiformes (filaments). Dimensions 40x50 microns. Il y a 6 crochets germinatifs dans l'oncosphère (Fig. 20.8).
Œufs de ténia larges de forme ovoïde avec une coquille grise épaisse et lisse. À l'intérieur de l'œuf se trouve un contenu à gros grains, sur le pôle supérieur il y a un capuchon, sur le pôle opposé il y a un tubercule. Dimensions 68-71x45 microns (Fig. 20, 9).
Oeufs de douve de chat Ils ont une coquille fine, lisse et jaune pâle avec un opercule sur le pôle supérieur et une épine sur le pôle opposé. La moitié inférieure de l'œuf est élargie, le contenu interne de l'œuf est à grain fin. Dimensions 26-32X11-15 microns.
Pour détecter les larves d'ankylostome et d'acné, la méthode Berman est utilisée. 5 g de matières fécales sur une passoire métallique sont placés sur un entonnoir en verre fixé à un trépied. Un tube en caoutchouc avec une pince est placé sur le bec de l'entonnoir. De l'eau chauffée à 50° C est versée dans l'entonnoir afin que Partie inférieure la passoire avec les matières fécales était proche de l'eau. Les larves se déplacent activement des matières fécales vers l'eau, s'accumulant dans la partie inférieure du tube en caoutchouc. Après 2 heures, ouvrez lentement la pince, égouttez l'eau contenant les larves dans des tubes à centrifuger, centrifugez et préparez les préparations à partir du sédiment sur une lame de verre, qui sont examinées sous une lamelle.
Pour déterminer les larves de Trichinella dans le sang, le sang prélevé dans une veine est hémolysé avec de l'eau distillée, centrifugé et des préparations sont préparées à partir du sédiment, qui sont examinées au microscope.
L'étude du contenu duodénal est réalisée comme suit : la bile est mélangée à un volume égal d'éther éthylique et centrifugée ; Le sédiment est examiné au microscope. En plus des sédiments, des flocons flottant dans le liquide, qui peuvent contenir des œufs d'helminthes, sont examinés.
Pour la cysticercose et la trichinose, les tissus sont également examinés. Un morceau de tissu biopsié - muscle tissu sous-cutané, peau - d'abord examiné à l'œil nu pour identifier une vésicule de cysticerque dont la longueur est de 6 à 20 mm et la largeur de 5 à 10 mm. En cas de suspicion de cysticerque, la vésicule est écrasée entre deux lames de verre et examinée au microscope. La cysticercose se caractérise par la présence d'un scolex à quatre ventouses et d'un cercle de crochets.
Pour détecter Trichinella, un morceau de muscle excisé de manière aseptique (gastrocnémien, etc.) est broyé dans une solution de glycérine à 50 % en fines fibres à l'aide d'aiguilles à dissection. Ces fibres sont pressées entre deux lames de verre et examinées au microscope à faible grossissement dans un champ de vision sombre. Les larves de Trichinella sont enroulées dans les muscles en forme de spirale et se trouvent dans des capsules (Fig. 21).
La méthode d'examen aux rayons X est utilisée pour l'échinococcose, la cyéticercose, la trichinose (après calcification des larves) et l'ascaridiase.
Dans certains cas, des méthodes de diagnostic immunologiques sont utilisées.
Les helminthes, ainsi que leurs produits métaboliques, possèdent des propriétés antigéniques pour le corps humain. En raison de la présence d'helminthes dans le corps humain, des modifications allergiques se produisent, qui peuvent être détectées par des injections intradermiques spéciales. tests d'allergie. De plus, divers anticorps se forment dans le corps des personnes infectées - des précipitines fixant le complément. Les méthodes d'immunodiagnostic acquièrent une valeur particulière dans les cas où l'ovoscopie ne peut pas être utilisée, notamment dans les cas de trichinose, d'échinococcose, de cysticercose, d'ascaridiase. étape de migration et lorsqu'il est infesté uniquement par des mâles.
Pour l'échinococcose et la trichinose, un test d'agglutination au latex est effectué, un test de Kalus et pour la cysticercose, un test avec un antigène préparé par Bobrov et Vozna. Pour certaines helminthiases, il est possible d'utiliser études sérologiques: réaction de précipitation des larves d'ascaris avec le sérum sanguin d'un patient au stade migratoire de l'ascaridiase, réaction de précipitation du sérum sanguin d'un patient atteint de trichinose avec un antigène des larves de trichinella, RSC dans l'échinococcose, la trichinose, l'opisthorchiase, la cysticercose.
Avant de prendre des mesures thérapeutiques et préventives contre certaines helminthiases chez les animaux agricoles et commerciaux, il est nécessaire de poser en temps opportun un diagnostic précis de la maladie. Il existe deux groupes de méthodes pour diagnostiquer les helminthiases : intravitale et post-mortem. De plus, il faut être capable de différencier les helminthiases des autres maladies invasives et infectieuses.
Diagnostic intravital des helminthiases
Le diagnostic des helminthiases au cours de la vie des animaux est posé sur la base des résultats méthodes de laboratoire recherche et déparasitage diagnostique (méthodes directes), ainsi que réactions immunobiologiques (méthodes indirectes). Les données de recherche jouent un rôle de soutien dans le diagnostic des helminthiases hôtes intermédiaires(pour les biohelminthiases), observations cliniques et épizootologiques. Les principales méthodes de diagnostic sont des tests de laboratoire qui permettent souvent de détecter les agents pathogènes des helminthiases ou leurs œufs et larves dans les excréments (fèces, urine, crachats), les sécrétions (bile), les tissus (sang, muscles), les organes (morceaux de peau), dans le contenu des ponctués et des abcès .
Les méthodes de laboratoire pour diagnostiquer les helminthiases chez les animaux sont faciles à mettre en œuvre et assez précises, elles sont donc largement utilisées dans les conditions de production (dans les laboratoires vétérinaires et autres institutions vétérinaires). En fonction de la objectif prévu La recherche en laboratoire est divisée en méthodes de recherche helminthooscopiques, helmintolarvoscopiques et helminthoscopiques.
Méthodes helmintholarvoscopiques la recherche permet de détecter les larves d'helminthes (dictyocaulus, mulleria, etc.). De ce groupe, l'étude des matières fécales est souvent utilisée à l'aide des méthodes Berman-Orlov et Vaid.
Helminthoscopique ou macrohelminthoscopique la recherche est utilisée avec objectif diagnostique pour détecter les helminthes ou leurs fragments (segments de nids) lâchés à l’extérieur. DANS conditions pratiques Grâce à cette méthode, un diagnostic est posé pour l'ascaridiase chez le porc, la drépanidoténiase chez l'oie et d'autres helminthiases.
Parmi les méthodes de laboratoire permettant de diagnostiquer les helminthiases chez les animaux, la plus importance pratique avoir : a) des études helminthocoprologiques (examen des selles) ; b) étude des sécrétions d'autres organes ; c) examen des tissus.
Etudes helminthocoprologiques
Aux mêmes fins, un dispositif spécial a été proposé, composé de mâchoires en acier, de branches de transition et de deux surfaces hémisphériques fixées aux branches. Le prélèvement des excréments du rectum des animaux à l'aide de cet appareil facilite le travail des vétérinaires et améliore le niveau de production de cette manipulation.
Chez le lapin, les matières fécales en plusieurs boules sont éliminées en appuyant sur la paroi abdominale dans la zone rectale. Parfois, il est acceptable de prélever des échantillons de matières fécales sur le sol s'ils sont frais et si vous savez de quel animal ils proviennent. Au moins 10 à 20 g d'excréments sont prélevés sur un animal. Les excréments des oiseaux, des animaux à fourrure, des chiens, des chats et des prédateurs sauvages (dans les zoos) sont collectés sur le sol propre des cages (échantillons groupés).
Tous les échantillons fécaux sont étiquetés : le long du bord du sac ou du morceau de papier (là où il n'entrera pas en contact avec les excréments) avec un simple crayonécrivez le numéro de l'échantillon (parfois le nom des vaches). Les échantillons fécaux sont accompagnés d'un inventaire qui indique le nom de la ferme, de l'équipe, de l'espèce, du sexe et de l'âge des animaux (pour les adultes - nom ou numéro d'inventaire) et la date du prélèvement. Il est conseillé d'indiquer dans le document d'accompagnement le but de la recherche fécale (par exemple, suivre le déparasitage effectué). Il est nécessaire d'essayer de livrer rapidement des échantillons de matières fécales au laboratoire vétérinaire et de les examiner sans délai, car à température ambiante, après 16 à 20 heures, des larves émergent des œufs de strongles intestinaux, ce qui complique le diagnostic de dictyocaulose et de protostrongylidose, car ainsi que d'autres infections helminthiques.
Si les échantillons fécaux ne sont pas examinés le jour du prélèvement, ils sont placés au réfrigérateur ou au sous-sol à une température ne dépassant pas 10°. Les désinfectants n’arrêtent pas le développement des larves à l’intérieur des œufs d’helminthes. Les résultats de l'examen fécal sont enregistrés dans un journal spécial.
Équipement pour la recherche helminthocoprologique. La fiabilité des études coprologiques sur les helminthes dépend en grande partie de la qualité du matériel de laboratoire. En 1968, un ensemble a été développé en Ukraine équipement standard pour des tests de masse des matières fécales pour les infections par les helminthes. Il se compose d'articles fabriqués principalement en polystyrène résistant aux chocs de deux couleurs, faciles à laver et à neutraliser (résistent à l'ébullition) et également pratiques pour le transport. L'ensemble comprend des gobelets de différentes capacités, des entonnoirs, des tubes à essai coniques, des crépines de différentes tailles, un support à cinq lattes (chacune pour six entonnoirs), des cuvettes (selon la taille du support), des boîtes pour ranger la vaisselle, ainsi que ampoules en caoutchouc, tiges de verre et boucles métalliques (Fig. 1).
Contrairement aux équipements hétérogènes utilisés précédemment, le nouvel ensemble augmente l'efficacité recherche en laboratoire les matières fécales et la productivité du travail des vétérinaires, permettent un plus large éventail d'études quantitatives helminthiques-coprologiques utilisant des méthodes standardisées (contrôle du déparasitage), et améliorent également l'aspect esthétique de ce travail.
Il y a de la qualité et méthodes quantitativesétudes fécales.
Etudes helminthocoprologiques qualitatives
Les méthodes de recherche qualitative permettent de déterminer par quels helminthes les animaux sont infectés.
Méthodes helminthoovoscopiques. Pour le diagnostic intravital des infections à helminthes, un grand nombre de méthodes d'ovoscopie à helminthes ont été proposées, parmi lesquelles nous ne considérerons que celles qui sont le plus souvent utilisées en pratique vétérinaire.
La plupart des méthodes de diagnostic helminthocoprologiques reposent sur la différence de densité spécifique des œufs, des larves d'helminthes ou de leurs fragments, d'une part, et du liquide dans lequel les matières fécales étudiées sont en suspension, d'autre part. En fonction du rapport entre la densité de ces composants, on distingue les méthodes de flottation, de sédimentation et combinées.
Méthodes de flottation. Dans les méthodes de flottation (flottant), on utilise des liquides (solutions salines saturées) dont la densité est supérieure au poids des œufs d'helminthes. Dans la pratique en laboratoire, la solution la plus largement utilisée est une solution saturée de sel de table (densité spécifique 1,18). Pour préparer une telle solution, du chlorure de sodium est ajouté progressivement dans une casserole d'eau bouillante en remuant jusqu'à ce qu'un petit sédiment se forme au fond (environ 400 g de sel de table pour 1 litre d'eau). La solution chaude est filtrée dans un flacon à travers plusieurs couches de gaze ou de coton et utilisée après refroidissement (un précipité cristallin doit se former au fond du flacon).
Plus rarement, les laboratoires vétérinaires utilisent des solutions saturées de sulfate de magnésium d'une densité de 1,35 (920 g pour 1 litre d'eau chaude), d'hyposulfite de sodium d'une densité de 1,37 à 1,41, selon la température ambiante (1750 g pour 1 l d'eau chaude) et du nitrate de sodium d'une densité de 1,4 (rapport salpêtre et eau chaude 1:1).
Méthode Fullborn caractérisé par la facilité de mise en œuvre et haute efficacité pour la plupart des nématodes et cestodiases animales, elle se classe donc au premier rang parmi les autres méthodes de diagnostic helminthocoprologique. Placer 3 à 5 g de selles dans un gobelet en verre, en polystyrène ou en plastique d'une contenance de 50 à 100 ml et, tout en remuant avec une tige en verre, ajouter progressivement une solution saturée de sel de table (chlorure de sodium) à raison de 15- 20 parties de liquide de flottation pour une partie de matières fécales. Les excréments denses de mouton peuvent d'abord être broyés avec une petite quantité de solution saline dans un mortier en porcelaine, après quoi la suspension est versée dans un verre en ajoutant la quantité requise de solution de chlorure de sodium. Les grosses particules qui flottent sont immédiatement éliminées à l'aide d'un bâton, et il est conseillé de filtrer la suspension fécale dans un autre verre à travers un tamis (parfois des passoires à lait sont utilisées). Après décantation de l'échantillon chargé pendant 45 à 60 minutes, trois gouttes du film superficiel sont retirées avec une boucle métallique, placées sur une lame de verre et examinées au microscope sans couvre-objet. Après chaque test, les boucles sont lavées dans un verre d'eau (au lieu de les brûler dans une lampe à alcool comme le recommandent certains manuels).
Méthode Kalantaryenne- une méthode Fulleborn modifiée. Une solution saturée de nitrate de sodium est utilisée comme liquide de flottation. Le temps de stabilisation de la suspension est de 15 à 30 minutes. Utilisé pour le diagnostic de l'acanthocéphalose.
Méthodes de précipitation. Les méthodes de sédimentation utilisent des liquides dont la densité est inférieure à la densité des œufs.
Méthode de lavage séquentiel. Une petite quantité de matières fécales (5 g) est mélangée dans un verre avec 10 fois la quantité d'eau. Le mélange est filtré dans un grand verre et de l'eau est ajoutée, après quoi le filtrat est laissé au repos pendant 5 minutes. Ensuite, la couche supérieure de liquide est égouttée ou aspirée avec une seringue jusqu'à ce qu'un sédiment se forme ; ajouter la même quantité d'eau au précipité, mélanger et laisser encore 5 minutes. Ces manipulations sont répétées jusqu'à ce que la couche supérieure de liquide dans le verre disparaisse. Le liquide est égoutté une dernière fois, le précipité est appliqué sur du verre ou dans une coupelle bactériologique et examiné au microscope. Cette méthode est souvent utilisée pour diagnostiquer la plupart des trématodes et de l'acanthocéphalose.
Méthode Gorshkov est basé sur le principe de la sédimentation suivie de la concentration des œufs d'helminthes. 150 à 300 g d'excréments de cheval sont placés sur un tamis métallique ou une gaze dans un grand entonnoir en verre d'un diamètre de 15 à 20 cm au sommet. Un tube en caoutchouc de 10 à 15 cm de long avec une pince à l'extrémité est placé sur le extrémité inférieure de l'entonnoir. Les matières fécales sont détachées et versées vers le haut eau chaude. Les matières fécales sont conservées dans l'entonnoir de 4 heures à un jour, après quoi la pince est soigneusement ouverte, une partie du liquide est libérée dans des tubes à centrifuger et centrifugée pendant 3 minutes. Le liquide est ensuite drainé et le sédiment est examiné au microscope. Cette méthode est utilisée pour diagnostiquer la dragéiose et l'habronématose chez les chevaux.
Méthodes combinées. Basés sur le principe de sédimentation et de flottation des œufs d'helminthes, ils sont donc plus efficaces par rapport aux méthodes de recherche précédentes. En raison de leur complexité, ces méthodes ont une application relativement limitée en milieu industriel.
Méthode chérie. Une petite quantité de matières fécales (3 à 5 g) est agitée dans un verre avec 20 à 30 ml d'eau, le mélange est filtré dans des tubes à centrifuger et centrifugé pendant 1 à 2 minutes, après quoi la couche supérieure de liquide est égouttée et un mélange à parts égales de glycérine et de sel de table est ajouté au sédiment. Le mélange dans les tubes à essai est secoué et centrifugé une seconde fois. Les œufs qui flottent à la surface sont retirés avec le film de suspension à l'aide d'une boucle métallique, secoués sur une lame de verre et examinés au microscope. En l'absence de glycérine, les matières fécales peuvent être mélangées à une solution saturée de chlorure de sodium avant une centrifugation secondaire.
Méthode Shcherbovich. La technique d'examen des matières fécales est similaire à la méthode précédente. Il en diffère en ce qu'avant la centrifugation secondaire, une solution saturée d'hyposulfite de sodium (pour la macracanthorhynchose des porcs) ou de sulfate de magnésium () est ajoutée au sédiment. Par rapport à la méthode Darling, cette méthode est plus efficace.
Méthode de flottation-sédimentation de Demidov recommandé pour le diagnostic de la fasciolase, ainsi que d'autres trématodes des ruminants. Échantillon fécal (3 g de mouton et 5 g de bovins) bétail) est placé dans un verre d'une capacité de 200 ml et une solution saturée de sel de table y est versée jusqu'au sommet et soigneusement agitée avec une tige de verre, après quoi la suspension est laissée au repos pendant 15 à 20 minutes. Les grosses particules qui flottent à la surface sont éliminées avec une cuillère en papier et le liquide surnageant est aspiré avec une seringue (lors de l'examen grande quantité l'échantillon de liquide peut être drainé), laissant 20 à 30 ml de sédiments au fond. Ajoutez de l'eau aux sédiments jusqu'au volume total du verre et remuez bien. Le mélange est filtré dans un verre ordinaire à travers une étamine ou un tamis métallique et laissé pendant 5 minutes. Le liquide surnageant est aspiré, laissant au fond 15 à 20 ml de sédiment, qui est transféré dans un verre conique, rincé dans un verre ordinaire et versé dans un petit. La suspension est laissée décanter dans une coupelle conique pendant 3 à 5 minutes, puis le liquide est aspiré (cette procédure est répétée). Le sédiment nettoyé est transféré sur une lame de verre et examiné au microscope. Cette méthode est plus efficace que la méthode de lavage séquentiel.
Méthodes helmintholarvoscopiques. Méthode Berman-Orlov. Pour examiner les selles, utilisez un appareil composé d'un entonnoir moyen (plastique, polystyrène ou verre), d'un tube en caoutchouc (10-15 cm de long) relié à l'extrémité supérieure de l'entonnoir, d'une pince fixée à l'extrémité inférieure du tube en caoutchouc. , un tamis métallique ou un morceau de gaze et un trépied (pour un ou plusieurs appareils). L'appareil monté est rempli d'eau tiède (35-38°). 10 à 15 g de matières fécales fraîches sont placés sur un tamis ou enveloppés dans de la gaze et soigneusement descendus dans un entonnoir. Les excréments de moutons sont conservés dans l'appareil pendant 2 à 4 heures et ceux des veaux - pendant au moins 6 à 7 heures. Ensuite, la pince du tube est desserrée et le liquide qui s'écoule est collecté dans un tube à essai et centrifugé pendant 2-3 minutes. Après cela, la couche supérieure de liquide est drainée en retournant rapidement le tube à essai, et le liquide restant au fond est transféré sur une lame de verre et examiné au microscope. L'utilisation de pinces sur un tube en caoutchouc dans l'appareil Baermann est associée à des inconvénients. Par conséquent, dans de nombreux laboratoires vétérinaires, les extrémités inférieures des tubes en caoutchouc sont directement connectées à de petits tubes à essai. Avant d'examiner le sédiment au microscope, le liquide n'est pas centrifugé.
Les matières fécales des ruminants peuvent être examinées à la recherche de nématodes pulmonaires (en particulier dans des conditions expéditionnaires) en utilisant la méthode simplifiée de larvoscopie des helminthes (sans utiliser d'entonnoirs). A cet effet, de petites coupelles semi-coniques (50 ml) sont utilisées. Les échantillons fécaux sont placés dans des passoires ou enveloppés dans de la gaze et placés dans des tasses d'eau. Après quelques heures, les matières fécales sont éliminées, le liquide de la tasse est aspiré ou drainé et les sédiments sont examinés au microscope.
Méthode de Vaid. Plusieurs boulettes de selles de petits ruminants sont déposées dans une boîte bactériologique ou sur verre de montre et humidifiez-les avec une petite quantité eau chaude. Après 10 à 20 minutes, les matières fécales sont éliminées et le liquide restant est examiné au microscope à faible grossissement. L'efficacité de cette méthode est nettement inférieure à celle de la méthode précédente, elle est donc moins souvent utilisée pour diagnostiquer la dictyocaulose et la protostrongylidose chez le mouton.
Méthode de diagnostic différentiel de la strongylatose basée sur les larves infectieuses. Les agents responsables de la plupart des strongylatoses intestinales ont presque la même structure d'œuf. Par conséquent, avec l'helminthoovoscopie, seul un diagnostic de groupe peut être posé (par exemple, strongylatose).
Pour établir davantage diagnostic précis les laboratoires vétérinaires (génériques) obtiennent parfois une culture de larves strongylées invasives. Environ 5 g de selles sont placés dans une coupelle bactériologique, fermée par un couvercle et placée dans un thermostat à une température de 25-30° pendant une semaine. Ensuite, les matières fécales contenant des larves sont examinées à l'aide de la méthode Berman-Orlov (pour isoler les larves infectieuses des matières fécales).
Larves infectieuses différentes sortes les strongles intestinaux diffèrent par la taille du corps, la structure de l'extrémité caudale de la calotte et le nombre de cellules intestinales. Par exemple, les larves d'œsophagostome sont plus grandes (jusqu'à 1 mm de longueur), la queue filiforme du capuchon est longue et l'intestin contient 20 à 32 cellules ; Les larves d'Haemonch sont de longueur moyenne (environ 0,8 mm), avec une extrémité queue filiforme du capuchon, l'intestin comporte 16 cellules.
Le lavage et la décantation périodiques des matières fécales sont répétés jusqu'à ce que la couche supérieure disparaisse. La couche supérieure de liquide est égouttée pour la dernière fois et les sédiments sont examinés par petites portions dans des cuvettes à fond noir et blanc. Les helminthes détectés sont collectés à l'aide de pinces, d'aiguilles à dissection et de brosses, examinés au microscope, puis transférés dans un liquide conservateur. Pour identifier les petits nématodes, les sédiments sont ensuite examinés en coupes à l'aide d'une loupe binoculaire ou d'un trépied avec un grossissement de 10 à 20x.
Etudes quantitatives helminthiques-coprologiques
Méthode Fulleborn standardisée moins précise par rapport à la méthode Stoll, mais en raison de sa facilité de mise en œuvre, elle est largement utilisée en pratique vétérinaire pour contrôler l'efficacité du vermifugation des animaux. En termes de technique, la méthode standardisée ressemble à d'autres méthodes d'études qualitatives sur les helminthes-ovoscopiques. Cependant, il présente un certain nombre de caractéristiques dont les principales sont les suivantes : 1) la quantité de matières fécales doit être égale ; 2) plats du même volume ; 3) le temps de décantation des suspensions aqueuses de matières fécales est le même ; 4) boucles de même diamètre, étude d'un nombre égal de gouttes.
Pour approximer l’intensité de l’invasion de la dictyocaulose et de la progostrongylidose chez les ruminants, la méthode standardisée de Berman-Orlov peut être utilisée. La fiabilité des résultats augmente avec l'augmentation du nombre et de la fréquence des études.
Etude des sécrétions d'autres organes
L'examen du contenu des cavités conjonctivales permet de diagnostiquer la thélaziose chez les bovins (agent pathogène : Thelazia rhodesi). A l'aide d'une seringue, les cavités conjonctivales sont irriguées avec une solution aqueuse d'iode ; le liquide qui fuit est collecté dans une cuvette ou un bassin en forme de rein et inspecté pour détecter la présence de thetelia. DANS dans ce cas Une solution aqueuse d'iode a également un effet cicatrisant.
L'étude des écoulements du cloaque est réalisée à des fins de diagnostic intravitale. Le mucus qui fuit est placé sur une lame de verre et examiné au microscope pour détecter les œufs de l'agent pathogène.
L'examen des grattages des plis périanaux est la principale méthode de diagnostic. A l'aide d'un bâtonnet en forme de spatule ou d'une allumette imbibée d'un mélange à parts égales de glycérine et d'eau, grattez les plis périanaux du périnée et surface intérieure racine de la queue. Le grattage est transféré sur une lame de verre dans une goutte de glycérol avec de l'eau, recouverte d'une lamelle et examinée au microscope. La détection des œufs d'oxyur confirme le diagnostic clinique.
L’examen des grattages cutanés des « ulcères d’été » est recommandé pour le diagnostic forme cutanée Drasheiosis et habronématose. Un grattage est prélevé sur la surface fraîchement ulcérée de la peau et placé dans une goutte d'acide chlorhydrique dilué (1 : 1000). La préparation est ensuite fendue avec des aiguilles à dissection, recouverte d'une lamelle et examinée au microscope pour détecter les larves de drashi ou de gabronema.
Recherche sur les tissus
L'examen de la peau des bovins (selon Gnedina) est utilisé pour diagnostiquer l'onchocercose. En bas paroi abdominale Après avoir préparé le champ opératoire, un petit morceau de peau de 2 mm d'épaisseur (environ la taille d'un petit grain d'avoine) est découpé sur l'animal et la plaie est lubrifiée avec de la teinture d'iode. Dans un laboratoire vétérinaire, ce morceau de peau est déposé sur une lame de verre saline, fendu avec des aiguilles à dissection, puis le tout est versé dans un tube à centrifuger et placé dans un thermostat pendant plusieurs heures à une température de 37-38°. Ensuite, les fibres cutanées sont retirées, le liquide est centrifugé et le sédiment est examiné au microscope pour détecter les microonchocerques mobiles.
Examen des morceaux musculaires souvent joué à titre posthume. Parfois, une méthode de biopsie est utilisée pour le diagnostic intravital de la trichinose. Par intervention chirurgicale un morceau de muscle est découpé (par exemple, dans les muscles externes de l'oreille), à partir duquel de petites sections (de la taille d'un grain d'avoine) sont préparées. Ces derniers sont posés sur la vitre inférieure du compresseur, recouverts de la vitre supérieure et assemblés par des vis jusqu'à être complètement aplatis. Les coupes sont visualisées sous un trichinelloscope, un microscope à faible grossissement, à l'aide d'un trichinoscope à projection ou d'une caméra de projection KT-3.
Vermifugation diagnostique
Pour le déparasitage diagnostique, plusieurs animaux sont sélectionnés, isolés du reste du bétail et recevant un vermifuge à dose thérapeutique. Les matières fécales excrétées par ces animaux dans un délai d'un à deux jours sont collectées et soumises à une helminthoscopie pour détecter l'agent causal de la maladie. Dans les conditions de production, des vermifugations diagnostiques sont souvent réalisées pour le diagnostic intravital de la monésiose chez les ruminants, de la drépanidoténiase chez les oies, de la cestodose chez les carnivores, de l'ascaridiase chez le porc et de l'ascaridiase chez les poulets.
Réactions immunologiques
Allergique réactions cutanées proposé pour le diagnostic intravital de la fascioliase chez le mouton, de l'opisthorchiase des carnivores et de la moniésiose chez le mouton, de l'hémonchiase et de la dictyocaulose chez le mouton, de l'onchocercose chez les bovins et les chevaux et de la trichinose chez le porc.
Parmi les méthodes sérologiques, il faut citer la réaction de scolexoprécipitation, qui permet de diagnostiquer étapes préliminaireséchinococcose et réaction de précipitation utilisant des larves vivantes d'ascaris et de trichinelles pour identifier les infections helminthiques correspondantes.
Etude des hôtes intermédiaires d'helminthes
Les résultats de l'examen helminthologique des animaux doivent toujours être complétés par des données provenant d'études sur les infections helminthiques d'hôtes intermédiaires. Ils permettent de clarifier la situation helminthologique et de prédire la survenue d'helminthiase. Les hôtes intermédiaires d'helminthes peuvent être des mollusques (d'eau douce et terrestres), des crustacés (cyclopes, daphnies, amphipodes, ânes d'eau), des vers de terre, des insectes (mouches, moucherons, moucherons piqueurs, libellules, fourmis, coléoptères), des acariens du sol.
La densité (composition quantitative) revêt une importance épidémiologique. espèce individuelle hôtes intermédiaires. Plus il est élevé, plus les animaux risquent d'être infectés par des helminthes. Les hôtes intermédiaires terrestres sont situés dans différents lieux(dans les tas de fumier, sur les enclos, les zones de pâturage, etc.). Hôtes intermédiaires aquatiques un nombre énorme Ils vivent près des rives de réservoirs peu profonds, dans des fourrés de plantes. Dans ces endroits, les animaux (surtout) sont souvent infectés par des helminthiases.
Les hôtes intermédiaires doivent être examinés pour détecter la présence de larves d'helminthes à l'état frais (de préférence vivantes) sous une loupe binoculaire ou un microscope à faible grossissement. Les stades larvaires des helminthes dans le corps des hôtes intermédiaires se situent à différents stades de développement, mais les plus visibles sont les larves infectieuses. À la suite de la recherche, l'étendue (pourcentage) et l'intensité (quantité) de l'infestation des hôtes intermédiaires par les larves sont déterminées. certains types helminthes.
Acariens oribatides ou cuirassés (jusqu'à 1 mm de longueur). Ils vivent dans les couches supérieures du sol. Ce sont des hôtes intermédiaires de moniesia des ruminants et d’autres helminthes. Détecter les larves ténias(cysticéroïdes) la carapace de l'acarien oribatide est d'abord fendue en morceaux dans une goutte d'eau sur une lame de verre (sous le contrôle d'une loupe), puis la préparation est recouverte d'une lamelle et examinée au microscope. Les cysticercoïdes de moniesia sont de forme ronde (0,15-0,19 mm de diamètre), équipés de quatre ventouses et d'un appendice caudal. Ils sont très délicats, c'est pourquoi le test du compresseur pour les acariens ne doit pas être utilisé.
Les vers de terre d'autres genres (Criodrilus, Eophila) vivent dans des plans d'eau aux berges marécageuses et boueuses. Ils sont enregistrés comme hôtes intermédiaires des agents responsables de l'hystrichose et de la porrocécose chez les canards. La larve d'Histrichis est très grande (jusqu'à 3 cm de longueur), de couleur blanchâtre, visible à travers peau ver en forme de bande ondulée. Les larves de Porrocecum sont dix fois plus petites que la larve précédente (2,5-3 mm) ; on les trouve dans les vaisseaux sanguins lors de l'examen par compresseur des vers de terre au microscope.
Recherche sur les amphipodes. Les amphipodes atteignent une longueur allant jusqu'à 2 cm et vivent dans les plans d'eau marins et d'eau douce. Ils sont enregistrés comme hôtes intermédiaires d'agents pathogènes de polymorphose. streptocariose et tétramérose des oiseaux. Des larves sont découvertes lors de l'examen par compresseur de ces crustacés. Les larves (acanthelles) de polymorphus sont de forme ovale, de couleur orange, mesurant jusqu'à 1 mm de longueur, visibles macroscopiquement.
Recherche sur les burros aquatiques. Les ânes d'eau mesurent de 1 à 1,5 cm de long, vivent dans des plans d'eau douce et sont des hôtes intermédiaires de l'agent causal de la filicolose aviaire. Un examen du compresseur peut révéler une larve (acantella) blanche, de forme ovale, mesurant 0,7 mm de longueur.
Vous pouvez également examiner d'autres hôtes intermédiaires (moucherons, moucherons, mouches, libellules, coléoptères, fourmis).
Microscopie à fluorescence
La méthode de microscopie à fluorescence (selon V. G. Evranova) est une nouvelle méthode de diagnostic des helminthiases. Il permet de différencier les œufs d'un même type différents types helminthes, ainsi que distinguer les œufs et les larves viables des morts. Auparavant, les œufs de trématodes, cestodes et nématodes sont traités avec des solutions d'acridine orange et d'autres fluorochromes. Les œufs viables et les larves de nématodes ne luminescentes pas ou faiblement, tandis que les œufs morts brillent vivement et sont orange, jaune-vert ou jaune.
Avec la microscopie à fluorescence, il est possible de différencier les œufs des principaux cestodes carnivores, les œufs d'agents pathogènes et les hétérocidoses de poulets, qui, comme on le sait, ont une structure similaire en taille, forme et couleur, ainsi que de distinguer les œufs viables et oocystes morts de coccidies.
Les préparations sont visualisées au microscope MUF-3 ou ML-2. La technique de microscopie à fluorescence est relativement simple et peut être utilisée en milieu industriel (laboratoires vétérinaires).
D'autres études qui sont d'importance secondaire pour établir un diagnostic d'helminthiases. Vous pouvez citer des méthodes telles que l'élucidation de la composition morphologique du sang (en tenant compte de l'éosinophilie), une méthode de détermination de la fraction protéique.
Brèves caractéristiques des œufs d'helminthes
Les œufs de représentants de différentes classes diffèrent par leur taille, leur couleur, leur forme, leur structure de coquille et leur contenu interne.
Oeufs de trématodes. Le plus souvent de forme ovale avec un capuchon sur un pôle. La coque est lisse. Chez certaines espèces, la coquille est équipée de filaments (processus) et de tubercules. La couleur des œufs va du gris clair au brun (généralement jaune).
Oeufs de cestodes. Il en existe deux types : les ténias et les ténias. Chez les lentenes, ils ressemblent à des œufs de trématodes (ovales avec un capuchon). Les œufs de ténia diffèrent fortement par leur structure de ceux des helminthes des autres classes : ils sont plus souvent taille moyenne, de forme ronde, de couleur grise, mature (à l'intérieur de l'embryon se trouve une oncosphère avec trois paires de crochets embryonnaires).
Œufs de nématodes. Ils diffèrent des œufs de trématodes par l'absence de couvercle ; des œufs de cestodes - l'absence d'oncosphère.
Les tailles, la forme, la structure et la couleur des coquilles d'œufs de nématodes sont très diverses. Coque extérieure Elle peut être lisse, tubéreuse, cellulaire : l'épaisseur des membranes varie de fine (chez le strongylate) à épaisse (chez le trichocéphale). La plupart des nématodes ont des œufs ovales et symétriques, certains ont des œufs semi-cylindriques (en traits). La plupart des nématodes libèrent des œufs immatures au stade de pré-segmentation ou plusieurs boules d'écrasement ; une minorité libère des œufs matures (une larve se forme à l'intérieur de l'œuf).
Œufs d'Acanthocéphale. Ils ont des formes ovales, ellipsoïdales et fusiformes : leur taille est moyenne à grande. alloué dans environnement externe les œufs contiennent à l'intérieur d'une larve - un acanthor avec dix crochets embryonnaires (matures).
Observations cliniques
Données épizootologiques
Lors du diagnostic de nombreuses helminthiases des animaux d'élevage, les données épidémiologiques (conditions d'exploitation défavorables pour certaines maladies, saison de l'année, âge des animaux malades, nature des pâturages et des sources d'eau, conditions météorologiques, etc.) apportent une aide importante. Par exemple, maladie de masse avec des signes hydropisie abdominale et la mort des moutons à l'automne après un été pluvieux et l'utilisation de zones humides dans les pâturages pour le pâturage donnent des raisons de soupçonner forme aiguë fasciolose. Maladie chez les oisons en été avec signes d'indigestion (diarrhée) et système nerveux(parésie) après les avoir broutés sur un plan d'eau stagnant peu profond, abondamment peuplé de cyclopes, constitue la base pour établir un diagnostic présomptif de drépanidoténiase. La mort des agneaux au printemps (3-4 semaines après le début du pâturage) devrait faire suspecter la maladie des jeunes moutons atteints de moniéziose. Il est également nécessaire de prendre en compte les caractéristiques zonales des helminthiases chez les animaux domestiques, de préférence en combinaison avec des observations cliniques.
